Tetrahydrocannabinol und Cannabidiol – schnell getestet

Marihuana, die getrockneten, meist weiblichen Blüten der Cannabispflanzen, enthalten pharmakologisch wirksame Verbindungen, von denen manche genutzt werden, manchmal missbräuchlich. Einige der Voruntersuchungen, die etwa die Polizei bei Verdacht auf Konsum veranlasst, sind mit geringem apparativen Aufwand auch in einem analytischen Vorpraktikum durchführbar. Sie lassen sich durch Chromatografie und Massenspektrometrie ergänzen.

Besteht der Verdacht auf Drogenkonsum, in der Regel im Rahmen von Verkehrskontrollen, nutzt die Polizei einen Schnelltest, um einen ersten Hinweis auf Tetrahydrocannabinol (THC, Kasten und Abbildung 1) oder andere Drogen zu gewinnen.

Welche Art Test zum Einsatz kommt, hängt neben der Probensubstanz von der Fragestellung ab: Über den Speicheltest lässt sich ein kurzfristiger THC-Konsum nachweisen. Der Test ist allerdings nicht beweissicher. Beweissicher dagegen ist, THC in Urin oder Blut zu bestimmen. Um dies zu analysieren, werden Gas- oder Flüssigchromatografie mit Massenspektrometrie (GC-MS und LC-MS) kombiniert, denn im Massenspektrum sind die Fragmentierungsmuster für die GC- oder LC-getrennten Drogen charakteristisch.⁴⁾

UV/Vis-Absorption

Die forensischen Chemiker Dos Santos et al. haben den Extrakt acht verschiedener Marihuanaproben unter anderem mit UV/Vis-Absorption untersucht.⁵⁾ Die Absorptionen liegen im UV-Bereich zwischen 200 und 300 nm, sie sind ein erster Hinweis auf Cannabinoide. Diese Untersuchung lässt sich auch im Analytikpraktikum durchführen: Abbildung 2 zeigt die Absorptionen methanolischer Lösungen von THC, Cannabidiol (CBD) sowie methanolischer Extrakte von THC- und CBD-reichen Cannabisblüten. Es zeigen sich zwei Absorptionsmaxima um 230 und 270 nm (π-π^*-Übergänge im Phenolring) mit jeweils einer Schulter bei 310 nm für die Cannabisblütenextrakte. Liegen zwei Absorptionen zwischen 200 und 300 nm vor, spricht das grundsätzlich für THC.

Immunoassay-Verfahren

Eine weitere Möglichkeit, THC und andere Drogen nachzuweisen, sind Immunoassay-Verfahren. Ein solches ist beispielsweise der Dräger-Test. Der Dräger Drugcheck weist sechs Substanzklassen gleichzeitig und qualitativ im Speichel nach: Kokain, Opiate, Amphetamine, Methamphetamine, THC und Benzodiazepine. Die Nachweisgrenze („Cut-off-Wert“) für THC liegt bei 15 ng · mL^–1. Beweissicher ist er nicht, rechtfertigt aber weitere Tests mit Blut oder Urin.

Auch dieser Test ist im Analytikpraktikum machbar: Eine Speichelprobe wird mit der Pufferlösung ausgewaschen, die dem Testkit beiliegt. Zudem gibt es zwei Teststreifen: einer enthält die Membran für THC und der andere die für die anderen Substanzen. Mit Antikörpern überzogene Goldpartikel reagieren mit dem THC aus der Speichelprobe und anschließend mit dem Antikörper-Wirkstoff-Konjugat auf der Testmembran. Ist die Probe THC-frei, binden die Antikörper an das Konjugat, und ein Signal wird detektiert (roter Strich). Liegt THC vor, bindet es an die Antikörper, verhindert so deren Bindung an das Konjugat, und es gibt kein Signal oder nur ein schwaches.

Duquenois-Levine-Test

Der Duquenois-Levine(DL)-Test ist für Cannabisblüten vorgesehen und ein einfaches, unspezifisches Screening-Werkzeug, das Ermittler primär für schnelle Vorortanalysen nutzen; er ist nicht beweissicher. Hierbei reagieren Vanillin (4-Hydroxy-3-methoxybenzaldehyd) und Acetaldehyd mit der THC-Phenolgruppe. Es entsteht ein farbloses oder leicht violett gefärbtes Zwischenprodukt. Zufügen konzentrierter Salzsäure löst eine Kondensationsreaktion aus, und ein farbintensives blau-violettes Konjugationssystem entsteht – wahrscheinlich ein Indol- oder Chinon-artiges System, das stark im Sichtbaren absorbiert.⁶⁾

Die forensische Bedeutung des DL-Tests ist gering, da er unspezifisch und schlecht reproduzierbar ist.

Fast-Blue-BB-Test

Diese Nachweisreaktion basiert auf einer klassischen Azokupplung zwischen der phenolischen Gruppe von THC und dem Diazoniumkation von Fast Blue BB (4-Benzoylamino-2,5-diethoxybenzensulfonazobenzol).⁴⁾ Die Reaktion ist selektiv für aktivierte aromatische Systeme, wie sie in THC vorliegen. THC wird im alkalischen Milieu deprotoniert, es bildet sich das Phenolation. Dieses greift das elektrophile Diazoniumzentrum des Fast Blue BB an (Abbildung 3). Die entstehende Azoverbindung ist intensiv gefärbt – meist violett bis rötlich-braun –, was den Nachweis anzeigt. Andere Cannabinoide, etwa CBD, reagieren ebenfalls, was die Selektivität des Tests einschränkt.

p-Aminophenol-Test

Der Test p-Aminophenol(p-AP)-Test basiert auf der oxidativen Kupplung zwischen p-AP und den phenolischen Gruppen der Cannabinoide und ist beweissicher.⁷⁾ Unter alkalischen Bedingungen reagiert p-AP mit THC oder CBD zu farbigen Indophenol-Derivaten.

Abbildung4 zeigt die Ergebnisse der einzelnen Schnelltests (Dräger-, DL- und p-AP-Test). Zusätzlich ist das Ergebnis eines Dünnschichtchromatogramms reinen THCs und eines THC-reichen Extrakts dargestellt (beides in Methanol gelöst, Laufmittel Methanol:Wasser 5:1).

Fluoreszenz

Unter den drei wichtigsten Cannabinoiden fluoresziert Cannabinol (CBN) am stärksten, gefolgt von THC und CBD. Für analytische Anwendungen wie Fluoreszenzspektroskopie oder HPLC mit Fluoreszenzdetektion eignet sich CBN daher besonders.

Eine einfache Möglichkeit, auch THC und CBD durch Fluoreszenz zu testen, besteht darin, beide Substanzen mit H₂O₂ zu oxidieren. Dazu wird jeweils eine methanolische Lösung der Substanz mit 12%iger H₂O₂-Lösung für 20 Minuten gerührt. Das Produkt enthält sicher mehrere Oxidationsprodukte, da H₂O₂ unspezifisch oxidiert; aber es fluoresziert deutlich um 674 nm bei einer Anregung mit 365-nm-Licht (Abbildung 5).

Raman

Einigen Publikationen zufolge lassen sich Cannabinoide als Reinstoffe oder in Blüten mit Ramanspektroskopie nachweisen. Die Raman-Metrologen Tay et al.⁸⁾ etwa, die sich mit der Standardisierungvon SERS für die chemische Detektion beschäftigen, zeigen den Unterschied zwischen konventioneller und SERS-Ramanspektroskopie (Surface-Enhanced Raman Scattering). Die SERS-Spektren wurden an Goldnanoteilchen aufgenommen.

Der Vorteil der SERS- gegenüber der normalen Ramanspektroskopie sind die stärkeren Signale. Die Spektren unterscheiden sich allerdings deutlich bei THC und CBD: Während die normalen Ramanspektren diskrete Ramanübergänge zeigen, sind die SERS-Ramanspektren deutlich verbreitert mit spektralen Breiten von bis zu 200 cm^–1. Dies zeigt sich auch bei eigenen Messungen.

Um SERS-Ramanspektren aufzunehmen, haben wir die EC-SOERS-Methode verwendet (Electrochemical Surface and Oxide-Enhanced Raman Scattering). Denn sie lässt sich einfach ohne teure Nanoteilchenlösungen durchführen, und sie ist ebenfalls sehr sensitiv. Die EC-SOERS-Methode ist eine Weiterentwicklung der klassischen SERS-Technik, ergänzt durch elektrochemische Kontrolle.^9–12) Sie nutzt mehrere Verstärkungsmechanismen.

Sowohl bei der SERS- als auch bei der EC-SOERS-Methode wird die Raman-Streuintensität der Moleküle dann stark erhöht, wenn die Moleküle auf einer nanostrukturierten Metalloberfläche wie Silber oder Gold adsorbiert sind. Die Verstärkung beruht auf zwei Effekten: der Entstehung kollektiver Elektronenschwingungen auf einer Metalloberfläche – den Oberflächenplasmonen – und der Feinverteilung auf der Oberfläche. Beim ersten Effekt koppelt das anregende Laserfeld resonant an die Oberflächenplasmonen an, was verstärkend wirkt. Dadurch steigt auch die Intensität der Ramanstreuung der angeregten Moleküle. Die Adsorption der Moleküle an den Nanoteilchen erhöht zudem lokal die Teilchendichte und vergrößert damit ebenfalls die Ramanintensität.

Mit Nanoteilchen oder ohne

Bei der EC-SOERS sind keine Nanoteilchen nötig; man erzeugt die Nanostrukturen auf der Au- oder Ag-Oberfläche durch elektrochemische Behandlung selbst. Bei der EC-SOERS wird die Silber-Siebdruckelektrode (SPE, screen-printed electrode) mit einem Elektrolyten belegt (wir verwenden HClO₄/KCl, 0,1 bzw. 0,001 mol · L^–1) . Durch Anlegen eines positiven Potenzials entsteht elektrochemisch Silberoxid (Ag₂O oder AgO) an der Oberfläche. Bereits dies verstärkt den Ramaneffekt.^9–12)

Für die weitere Zunahme der Ramanintensität scheinen die entstehenden AgCl-Nanokristalle wichtig zu sein. Es dürfen allerdings nur so viele vorliegen, dass sie die Ag-Oberfläche nicht blockieren: Nur so können elektrochemisch gebildete Ag⁺-Ionen weiterhin in die Lösung diffundieren, und ein Faradaystrom kann durch die Oxidation von Ag zu Ag⁺ weiterfließen. Daher tritt der EC-SOERS-Effekt auch nur bei geringen Cl^–-Konzentrationen auf. Die zu untersuchenden Zielmoleküle absorbieren dann auf den AgCl-Nanoteilchen.^9–12)

Abbildung6 zeigt die steigenden Ramanintensitäten von THC im anodischen Potenzialscan. Deutlich zu erkennen ist die Intensitätszunahme insbesondere der beiden THC-Hauptpeaks von um 1350 und um 1600 cm^–1, die in der Literatur genauer beschrieben werden.^8,13,14)

Details: Cannabisblüten chemisch

Die chemischen Verbindungen in Cannabisblüten lassen sich in verschiedene Stoffklassen einteilen. Die wichtigsten, weil pharmakologisch wirksamsten Inhaltsstoffe sind Cannabinoide. Über 100 Cannabinoide sind bisher identifiziert. Die bedeutendsten sind:

Δ⁹-Tetrahydrocannabinol (THC, hauptverantwortlich für die psychoaktiven Effekte),

Cannabidiol (CBD, nicht psychoaktiv, hat aber angstlösende (anxiolytische), entkrampfende (antikonvulsive), antipsychotische und entzündungshemmende Eigenschaften),

Cannabinol (CBN, als Oxidationsprodukt von THC, schwach psychoaktiv).

Den höchsten THC-Gehalt haben die Hanfblüten. Zudem enthalten sie Terpene, die für das charakteristische Aroma verantwortlich sind, darunter Myrcen, Limonen, β-Caryophyllen, Linalool, Pinene, außerdem Flavonoide und Chlorophyll.^2,3)

Hintergrund: Cannabis rechtlich

Die rechtliche Situation von Cannabis in Deutschland hat sich am 1. April 2024 grundlegend geändert: An diesem Tag trat das „Cannabisgesetz“ (CanG) in Kraft.¹⁾ Dieses Gesetz reformiert das Betäubungsmittelrecht hinsichtlich des Umgangs mit Cannabis zu Genusszwecken.

Mit dem neuen Cannabisgesetz gilt:

Volljährige Personen (ab 18 Jahre) dürfen straffrei bis zu 25 g Cannabis für den Eigenkonsum besitzen.

In der eigenen Wohnung sind bis zu 50 g Cannabis erlaubt (außerhalb bis zu 25 g).

Jede Person darf bis zu drei Cannabispflanzen im privaten Bereich anbauen, sofern dieser nicht öffentlich zugänglich und kindersicher ist.

Seit dem 1. Juli 2024 dürfen Anbauvereinigungen mit maximal 500 Mitgliedern gegründet werden. Sie dürfen Cannabis kollektiv anbauen und zur Eigenverwendung an Mitglieder abgeben – pro Mitglied monatlich maximal 50 g, bei unter 21-Jährigen 30 g. Der Konsum in den Anbauvereinigungen selbst ist verboten, ebenso wie Werbung und Verkauf an Nichtmitglieder. Für Personen unter 18 Jahren sind Cannabisbesitz, -erwerb und -konsum verboten.

Cannabis bleibt unter dem Aspekt der Verkehrssicherheit besonders reguliert: Es soll ein THC-Grenzwert im Blutserum eingeführt werden, analog zur 0,5-Promille-Grenze beim Alkohol. Die Grenzwertkommission empfiehlt 3,5 ng · mL^–1. Dies befindet sich im Jahr 2025 noch in rechtlicher Umsetzung.

Details: Materialien, Geräte, Prozeduren

Fast Blue BB 4-Benzoylamino-2,5-diethoxybenzoldiazoniumchlorid Zink Doppelsalz: Thermo scientific; L09704.03, H302, P301 + P312 + P330

p-Aminophenol: Sigma Aldrich, A71328, H302+H332-H341-H410, P261, P273, P280, P308+P313

HClO₄ (0,1 mol · L^–1): Roth, HN61, GHS03, GHS05, H271, H290, H314, P220, P260

KCl (0,001 mol · L^–1): Roth, HN02

Cannabisblüten: Avaay (32,6 % THC, 0,1 % CBD, Neue Apotheke Wachau) und Lemon King (0,2 % THC, 10 % CBD, Grünhorn).

Extrakte (ethanolisch): Grünhorn: 50 mg · mL^–1 THC, < 1 mg · mL^–1 CBD, Adrex: < 1 mg · mL^–1 THC, 25 mg · mL^–1 CBD.

Dräger Prüfröhrchen: shop.draeger.com/draeger-drugcheck/3727400/

Methanol (99,85%): Laboratoriumdiscounter, MT98343.1, H225, H301 + H311 + H331, H370, P210 – P233 – P280 – P301 + P310 – P303 + P361 + P353 – P304 + P340 + P311

NaOH-Plättchen: Sigma Aldrich, 1064980500, H290 – H314, P234 – P260 – P280 – P303 + P361 + P353 – P304 + P340 + P310 – P305 + P351 + P338

Wasserstoffperoxid (12 %, stabilisiert mit Phosphorsäure): Herrlan-PSM e.K., Alpen, B-710–49, P280, P261, P271, P304+P340, P305+P351+P338, P310.

Dräger-Test: Der Mund wird gespült mit THC- oder CBD-Extrakt. Anschließend wird einmal mit Wasser nachgespült. Danach wird der Probennehmer in beiden Wangentaschen gedreht und fest in die Testkassette gedrückt. Das gesamte Testkit wird geschüttelt und hingestellt. Nach 60 s lässt sich das Ergebnis ablesen.

Duquenois-Levine-Test:¹⁵⁾

Etwa 100 – 200 mg der Cannabisblüte werden mit 10 mL Methanol ca. 1 min geschüttelt.

Dazu wird der Inhalt der ersten Ampulle des Duquenois-Levine-Testkits (Vanillin) gegeben, anschließend der Inhalt der zweiten (HCl-Lösung) und anschließend der dritten Ampulle (Chloroform) gegeben.

Fast-Blue-BB-Test:⁴⁾

1 bis 2 mg Fast Blue BB werden in 10 mL Methanol gelöst (frisch ansetzen!). Dazu werden einige Tropfen der methanolischen NaOH-Lösung gegeben (0,4 g NaOH-Plättchen in 100 mL Methanol). Dazu gibt man 100 μL der methanolischen Cannabislösung (100 – 200 mg der Cannabisblüte in 10 mL Methanol).

p-Aminophenol-Test:⁷⁾

Lösung A: 30 mg p-Aminophenol werden in 99,5 mL Methanol und 0,5 mL 2 m Salzsäurelösung gelöst.

Lösung B: 3 g NaOH werden in 70 mL Methanol und 30 mL dest. Wasser gelöst.

100 μL des methanolischen Extrakt der Cannabisblüten werden gemischt mit 100 μL von Lösung A und 120 μL von Lösung B.

Dünnschichtchromatografie: Jeweils 10 mL der methanolischen THC- und THC-reichen Cannabisblütenlösung auf DC-Platte. Laufmittel: Methanol:Wasser 5:1. Nach der Entwicklung zuerst mit 1 % Fast-Blue-BB, anschließend mit methanolischer 0,1 N NaOH-Lösung besprüht. Platte wird unter DC-Lampe (254 nm) gelegt, um die Fluoreszenz der weiteren Inhaltsstoffe der Cannabisblüte zu sehen.

Oxidation von THC und CBD mit Wasserstoffperoxid: 100 μL THC (CBD) werden in 10 mL Methanol gelöst. Zu der Methanollösung werden 3 mL H₂O₂-Lösung gegeben und alles 10 Minuten im Ultraschallbad behandelt. 3 mL Methanol in Küvette, dazu 1 mL der Lösung. Anregungslichtquelle: 365 nm LED.

SEROS: 1 g der THC-haltigen Cannabisblüten Avaay werden mit 5 mL HClO₄/KCL-Lösung 15 Minuten im Ultraschallbad extrahiert. Für die SEROS-Methode werden 60 μL auf die SPE pipettiert.

Ramanspektrometer: AvaRaman (785 nm Laser, 500 mW mit Ramansonde RPB 785 von Inphotonics), Avantes mit der Software Avasoft 8.16 und Spectragryph 1.2 von Dr. Menges

SPE: DRP C010: Ag als Arbeits-, C als Gegen- und Ag als Referenzelektrode

Ramanzelle für SPE: RAMANCELL-C (Metrohm/DropSens)

UV/Vis-Lichtquelle für Absorption: AvaLight DH-S-BAL (Avantes)

LED für Fluoreszenz 365 nm: Fa. Lasertack, Kassel

DC-Alufolien, Kieselgel 60 F 254, Merck

DC-Lampe (wondsunson 2 in 1, 254 nm, 365 nm UV-Lampe 4 W, Amazon)

Eppendorf-Pipette: 100 µL

Ultraschallbad: Ultrasonic Cleaner, JPS-20A, 40 kHz, 120 W, China

Auswertesoftware: AvaSoft 8.16 (Avantes), Spectragryph (Dr. Menges)

Der Autor

Achim Habekost war ab dem Jahr 2004 Professor für Chemie und ihre Didaktik an der Pädagogischen Hochschule Ludwigsburg und ist mittlerweile im Ruhestand. Er studierte Chemie, Physik und Politik für das Lehramt an Gymnasien, promovierte und habilitierte sich an der Universität Hannover.

• ¹ recht.bund.de/bgbl/1/2024/109/VO.html?nn=55638
• ² A. Hazekamp, A. Peltenburg, R. Verpoorte, C. Giroud, J. Liq. Chrom. & Rel. Tech. 2005, 28, 2361
• ³ M. W. Giese, M. A. Lewis, L. Giese, K. M. Smith, J. AOAC Int. 2015, 98, 1503
• ⁴ H.S. Franca, A. Acosta, A. Jamal et al., Forensic Chem. 2020, 17, 100212
• ⁵ N. A. dos Santos, L. M. Souza, E. Domingos et al., Forensic Chem. 2016, 1, 13
• ⁶ J.F. Kelly, K. Addank. O. Bagasra, The Open Forensic Sci. J. 2012, 5, 4
• ⁷ K. Lewis, R. Wagner, S.E. Rodriguez-Cruz, M.J. Weaver, J.C. Dumke, J. Forensic Sci. 2021, 66, 285
• ⁸ L. L. Tay, J. Hulse, R. PM. Paroli, Can. J. Chem. 2022, 100, 751
• ⁹ S. Hernandez, J. V. Perales-Rondon, A. Heras, A. Colina, Electrochim. Acta 2020, 334, 135561
• ¹⁰ S. Hernandez, K. Wonner, P. Hosseini et al., Anal. Chem. 2025, 97(14), 7772
• ¹¹ S. Hernandez, J. V. Perales-Rondon, A. Heras, A. Colina, Anal. Chim. Acta 2019, 1085, 28, 61
• ¹² M. Perez-Estebanez, S. Hernandez, J. V. Perales-Rondon et al., Electrochim. Acta 2020, 353, 136560
• ¹³ K. Sivashanmugan, Y. Zhao, A.X. Wang, Biosensors 2019, 9, 124
• ¹⁴ S. Porcu, E. Tuveri, M. Palanca et al., Anal. Chem. 2022, 94, 10435
• ¹⁵ C.L. O’Neal, D.J. Crouch, A.A. Fatah, Forensic Sci. Int. 2000, 109, 189

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